های مناسب عناصرغذایی معرفی کردند که به محیط کشت موراشیک و اسکوگ (MS) لقب گرفت (باقری و همکاران، ۱۳۸۶). از محیط کشتهای معروف دیگر میتوان به محیط کشت وایت[۱۰] (۱۹۴۳)، لینسمایر و اسکوگ۲ (۱۹۶۵)، گامبورگ و همکاران۳ (۱۹۶۸) و نیچ و نیچ۴(۱۹۶۹) اشاره نمود که هر کدام ازآنها برای نوع خاصی از گیاه و هدفهای مشخصی از کشت استفاده میشوند (واسیل و تروپ۵، ۱۹۹۸ ).
۲-۳-۸-۲ مزایای تکثیر از طریق کشت بافت
۱- تکثیر از طریق کشت بافت در تمام طول سال انجام می شود و وابسته به زمان و فصل خاصی نیست.
۲- عاری بودن این روش از پاتوژنها به دلیل شرایط کاملاً استریل آزمایشگاه کشت بافت.
۳- همه فاکتورهای محیطی مورد نیاز در روش کشت بافت دقیق و کامل کنترل می شوند.
۴- از مواد گیاهی کمتری استفاده می شود.
۵- احتیاج به خزانه و مزرعه نمی باشد.
۶- در کشت بافت، امکان تولید انبوه گیاه وجود دارد.
۳-۳-۸-۲معایب تکثیر از طریق کشت بافت
۱- پرهزینه بودن این روش
۲- وسایل، ابزار و دستگاههای مورد نیاز خیلی گران میباشند.
۲- نیازمند افراد مجرب و متخصص میباشد (دانشور،۱۳۹۲).
۴-۸-۲ تهیه محیط کشت
رشد، تمایز، نمو و تحولات فیزیولوژیکی و مورفولوژیکی بافتهای گیاهی نیازمند تامین تعدادی از عناصر شیمیایی و برخی عوامل فیزیکی است. تمایز و رشد مورفولوژیکی بافتهای گیاهی در شرایط درون شیشه ای، همانند شرایط محیط بیرون تحت تاثیر مواد غذایی یا به عبارت بهتر، اجزاء محیط کشت میباشد. در هر محیط کشت بافت، موادی مانند نمکهای معدنی پرمصرف و کممصرف، اسیدهای آمینه ضروری، قند (ساکارز) بهعنوان منبع کربن، ویتامینها برای تضمین رشد و تمایز و هورمونهای متمایزکننده وجود دارد (چاولا، ۱۳۸۲). به طور کلی مواد تشکیل دهنده محیط کشت شامل: موادغذایی (آب، عناصر پرمصرف، عناصر کممصرف، قند)، تنظیمکننده رشد گیاهی، ویتامینها، مواد تکمیلکننده آلی نامشخص مانند شیره نارگیل، عصاره مخمر و عصاره مالت و مواد ژلهکننده مثل آگار میباشد (هارتمن و کستر[۱۱]، ۱۹۹۱). انتخاب محیط کشت برای موفقیت در کشت بافت ضروری است. هیچ محیط کشت مشخصی را نمی توان برای رشد انواع سلول پیشنهاد کرد و به همین دلیل اغلب برای تهیه یک محیط کشت مناسب با هدف مورد نظر، تغییراتی در آن ایجاد می شود. مسیر تعیین یک محیط کشت به هدف کشت سلول و بافت بستگی دارد. انتخاب صحیح محیط کشت تاثیر مهمی در موفقیت فرایند کشت بافت و باززایی گیاهان دارد (شریفی و همکاران ،۱۳۸۹).
۱-۴-۸-۲ آب
در کشت بافت باید به کیفیت آب توجه زیادی شود. حجم زیادی از یک محیط کشت را آب تشکیل میدهد به همین علت، آبی که برای تهیه محیطهای کشت بکار برده میشود، باید تقطیر شود که این کار توسط دستگاه آب مقطرگیری انجام می شود. باید از ذخیره کردن دراز مدت آب مقطر در ظروف پلی اتیلنی خودداری شود، زیرا ممکن است اینگونه ظروف موادی آزاد کنند که نسبت به کشت خاصیت سمی داشته باشد. همچنین در ظروف شیشه ای پیرکس[۱۲] هم نگهداری طولانی مدت پیشنهاد نمیشود، زیرا ممکن است مقدار قابل توجهی باکتری در شرایط غیراستریل ذخیرهسازی در داخل آب مقطر رشد نمایند (دادز و رابرتز۳،۱۹۹۲).
۲-۴-۸-۲ نمکهای معدنی
مواد معدنی مهمترین گروه مواد غذایی در محیط کشت هستند. نمکهای معدنی عبارتند از عناصر پرمصرف (نیتروژن، فسفر، پتاسیم، کلسیم، منگنز و گوگرد) و عناصر کممصرف (روی، مس، منیزیم، آهن، کبالت، مولیبدن، کلر، ید، بُر) میباشند. معمولاً از محلولهای غلیظ ذخیره۴ برای ساختن محیط کشت استفاده می شود. محلولهای ذخیره باید در دمای ۴+ درجه سانتی گراد و در شیشههای تیره نگهداری شوند (باجوانی و رازدان۵، ۱۹۹۶).
۳-۴-۸-۲ کربن و منبع انرژی
از میان کربوهیدراتهایی که در محیط کشت بافت گیاهی بهکار میرود، ساکارز ترجیح داده میشود. گلوکز و فروکتوز در برخی از موارد میتواند جایگزین شود. کربوهیدرات باید در محیط کشت به کار برود چون بافتهای سلولی جدا شده کمتر میتوانند فتوسنتز کنند یا به علت تاریکی فتوسنتز انجام نمیشود. ساکارز موجود در کشت به سرعت به فروکتو و گلوکز شکسته میشود ابتدا گلوکز و پس از آن فروکتوز توسط سلولها به کار برده میشود (تورس، ۱۹۹۴).
۵-۴-۸-۲ ویتامینها
ویتامینها نقش کاتالیزور داشته و در گیاهان سنتز میشوند. در کشت بافت بسیاری از ویتامینها توسط یاختههای در حال رشد و نمو سنتز میشوند، اما مقادیر ساخته شده کمتر از مقادیر مورد نیاز است. از این رو نیاز است، ویتامینهای ضروری را به مقدار مورد نیاز به محیط اضافه نمود. ویتامینهای ۱B، ۳B، ۵B، ۶B و میواینوزیتول[۱۳] نسبت به بقیه، بیشتر مورد نیاز هستند. ویتامینهای ۳B و ۶B هرچند که به محیط کشت اضافه میشوند، اما در تعدادی از گونهها برای رشد یاخته و تولید کالوس ضروری نیستند (پیری و نظریان فیروزآبادی، ۱۳۸۵).
غلضت بالای اسید اسکوربیک که بعضی موارد اضافه میشود، به این معنا نیست که گیاه چنین نیاز بالایی دارد. ویتامین ث در غلضت بالا، به عنوان آنتی اکسیدان جهت جلوگیری از تولید ترکیبات فنولیک استفاده می شود. بسیاری از گیاهان قادرند که ویتامینها را در حالت کشت درون شیشه ای، سنتز کنند (پیریک، ۱۹۷۶).
۶-۴-۸-۲ تنظیم کنندههای رشد
در کشت بافت، برای تولید کالوس و تقسیم سلولی به اکسین و سیتوکینین به عنوان تنظیمکننده رشد نیاز میباشد. اکسینها رشد طولی سلولهای ساقه گیاهان را تحریک میکنند و سایتوکنینها نه تنها باعث تقسیم سلولی بافتهای گیاهی میشوند بلکه موجب پهن شدن سلول نیز میگردند (دانشور، ۱۳۹۲).
اکسینها به طور عمده در کشت بافت به کار میروند. تنها اکسین طبیعی lAA است که با غلضت ۱۰-۰۱/۰ میلیگرم در لیتر به محیط کشت اضافه میشود. در حالی که اکسینهای مصنوعی از قبیل ایندول بوتیریک اسید[۱۴] (IBA)، نفتالیناستیکاسید۲ (NAA)، ۲ و۴دی کلروفنوکسی استیک اسید۳(D-2,4)، دیکامبا۴و پیکلورام۵ اثر فیزیولوژیکی بیشتری دارند و در غلظتهای ۰۰۱/۰ تا ۱۰ میلیگرم در لیتر به کار میروند (هارتمن و کستر، ۱۹۹۱ و رینرت و بجاج۶، ۱۹۹۷).
برای تقسیم سلولی، رشد طولی سلول، تغییر و تمایز سلول و تشکیل اندام در بافتهای کشت شده، افزودن اکسین و سیتوکنین مناسب به محیط کشت کاملا ضروری است. سایتوکنینهایی که معمولا در محیط کشت به کار میرود عبارتند از: ۶-بنزیل آمینوپیورین۷ (BAP) ،یا ۶-بنزیل آدنین۸ (BA)، ایزوپنتیل آدنین۹ (ip2)، ان-(۲-فورانیل متیل) ۱-اچ-پیورین-۶-آمین۱۰ (کینتین)۱۱ ، ۶-(۴-هیدروکسی-۳-متیل-ترانس-۲-بوتنیلآمینو)پیورین۱۲ (زآتین)۱۳میباشد (دادز و رابرتز، ۱۹۹۲).
نوع اندامزایی که در کشت بافت گیاهی اتفاق میافتد عمدتاً به نسبت غلظت اکسینها و سایتوکنینهای موجود در محیط کشت بستگی دارد. تولید ریشه ۱۴در گیاهچه، رویانزائی۱۵ و القایکالوس۱۶همگی در صورت زیاد بودن نسبت اکسین به سایتوکنین میباشد در حالی که پراوری شاخساره۱۷ از جوانههای جانبی و انتهایی هنگامی انجام میشود که نسبت سیتوکنین به اکسین بیشتر باشد. اسید جیبرلیک۱۸ (۳GA) تنظیم کننده رشد دیگری است که در برخی موارد در محیطهای کشت به کار میرود (دکلرک۱۹، ۲۰۰۶).
۷-۴-۸-۲ آگار
محیط کشت که توسط نمکهای پرمصرف، کممصرف، ویتامینها، قند و تنظیم کنندههای رشد ساخته میشود، به صورت مایع است. محیط کشت مایع برای هوادهی باید روی شیکر باشد که این کار مشکل است و تسهیلات زیاد نیاز دارد، به همین دلیل محیط کشت جامد پیشنهاد شد. برای تولید محیط کشت جامد از آگار استفاده می شود. آگار پلیساکاریدی است که از مشتقات یک نوع علف هرز دریایی (بعضی از جلبکها) محسوب میشود. این ماده از گرانترین مواد شیمیایی موجود در کشت بافت است. غلضت عادی آگار بین ۶/۰ تا ۸/۰ درصد است. اگر غلضت کمتر از ۴/۰% در محیط کشت به کار رود، به ویژه زمانی که pH هم پایین است، به خوبی ژلهای نمیشود. در کشت درون شیشه ای چنانچه غلضت آگار خیلی زیاد باشد، محیط کشت سفت میگردد و جذب عناصرغذایی برای ریزنمونه مشکل می شود (پیریک، ۱۹۷۶ و دانشور، ۱۳۹۲).
۵-۸-۲ گندزدایی
مهمترین مسئلهای که در کشت بافت بایستی رعایت شود این نکته است که هر نوع عمل مرتبط با کشت بایستی کاملاً در شرایط گندزدایی شده صورت گیرد وگرنه به دلیل انواع آلودگی هیچ نتیجهای بهدست نخواهد آمد. باکتریها و قارچها از جمله مهمترین میکروارگانیسمهایی هستند که موجب آلودگی در کشت بافت میگردند. این میکروارگانیسمها در محیط کشت بافت که شامل عناصر غذایی، ویتامینها و ساکارز هستند، بسیار سریعتر از نمونه کشت شده رشد مییابند. بنابرین بافتهای گیاهی در حال رشد و تمایز، به محض آلوده شدن، دچار فساد و نابودی میشوند. این میکروارگانیسمها حتی در هوای بازدم برخی از ما انسانها وجود دارند. بنابرین، تمامی ابزار، وسایل، محیط آزمایشگاه، دستهای شخص محقق و حتی محیط کشت بایسی کاملا ضدعفونی شده و استریل شوند (پیریک، ۱۹۷۶). به طور معمول میزان آلودگی در ریزنمونههایی که از گیاهان مزرعهای بهدست می آید، بیشتر از آنهایی است که از مواد گیاهی رشد یافته در گلخانه یا اتاق رشد تهیه می شود. محلولها و مواد گوناگونی برای استریل نمودن سطح گیاهی و نمونهها پیشنهاد شده است. مهمترین این مواد هیپوکلریت سدیم (NaOCl) است، هرچند که هیپوکلریت کلسیم Ca(OCl)2 نیز بسیار موثر است. بذرهای بالغ و رسیده، توسط مواد ضدعفونیکننده، ضدعفونی سطحی میشوند (اثنی عشری و زکایی خسروشاهی، ۱۳۸۸).
درپژوهشی که توسط گائوراج و اوداگیری[۱۵] (۲۰۱۱) انجام شد، دمبرگهای سالم از گیاه مادری Viola patrinii جدا شدند. ابتدا ۱۰-۵ دقیقه با مایع ضدعفونی کننده پریل ۵% پیش تیمارگشتند سپس ۲ الی ۳ بار با آب جاری شسته شدند. ریزنمونهها شسته شده ۳-۲ دقیقه در الکل اتیلیک ۸۰% فروبرده شدند و پس از آن دو الی سه بار با آب مقطر استریل شستشو شدند. در ادامه در کلرید جیوه ((HgCl2 ۱/۰% بهمدت ۳-۲ دقیقه غوطه ورشدند و دوباره با آب مقطر استریل مورد شستشو قرار گرفتند. نعیم و همکاران[۱۶] (۲۰۱۳) برگ و ساقه و دمبرگهای Viola odorata L. را از گیاهان ۴۵ روزه گلخانهای جمعآوری کردند. ریزنمونههای گیاهی با آب جاری شسته شدند تا ذرات گرد و خاک ازآن پاک شود، سپس درالکل اتیلیک۷۰% برای یک دقیقه و در کلراکس ۵%، ۱۰-۸ دقیقه فروبرده شدند. در ادامه برای از بین رفتن اثر کلراکس، سه بار با آب مقطر اتوکلاو شده، شستشو داده شدند. نمونهها برای خشک شدن روی کاغذ فیلتر استریل در پتردیش قرار گرفتند. زاهور و همکاران (۲۰۱۲) جوانههای جانبی و انتهایی Viola odorata را بهعنوان ریزنمونه استفاده کردند. ریزنمونهها ابتدا با آب جاری بههمراه مواد شوینده ضدعفونی شدند. سپس با آب مقطر دوبار تقطیر شده، شسته شدند. در ادامه روند گندزدایی ریزنمونهها در محلول کلرید جیوه ۱/۰% برای ۵-۴ دقیقه فرو برده شده و سپس با آب مقطر دوبار تقطیرشده در زیر دستگاه لامینار ایرفلو بنچ[۱۷] در شرایط کاملا استریل شستشو داده شدند. آتسوشی و همکاران۴(۲۰۰۲) برگهای نابالغ Viola odorata را ابتدا با الکل اتیلیک ۷۰٪ برای یک دقیقه گندزدایی کرده، سپس در محلول هیپوکلریت سدیم ۱٪، به مدت ۱۵ دقیقه قرار دادند و در ادامه با آب مقطر استریل شستشو داده شدند. نوارهای باریک برگها توسط یک تیغ استریل بریده و روی محیط کشت قرار گرفتند. در پژوهشی دیگر که توسط بیدول و همکاران۵ (۲۰۰۱) انجام شد، برگها و ساقههای گیاه Hybanthus floribundus، را از شاخههای جوان گرفته و برای استریل سطحی ابتدا در هیپوکلریت سدیم ۲/۱% به همراه چند قطره تویین۶ ۲۰ به مدت ۵/۲ ساعت قرار گرفتند. در ادامه روند گندزدایی، بافتها در سه مرتبه با آب مقطر استریل شده در زیر دستگاه لامینار ایرفلو شستشو داده شدند. بافتهای آسیب دیده و مرده حذف و بافتهای سالم روی محیط کشت قرار گرفتند. پراکش و همکاران[۱۸] (۱۹۹۹) در پژوهشی بذرهای گیاه Hybanthus enneaspermus را با مایع ضدعفونی کننده تیپول۲ ۱% بهمدت ۱۵ دقیقه شسته ، سپس بهمدت ۱ دقیقه در الکل اتیلیک ۷۰% فروبرده شدند. در ادامه روند گندزدایی از هیپوکلریت سدیم ۲% و تویین۲۰ برای ۲۰ دقیقه استفاده شد. پس از این مراحل، با آب مقطر استریل شستشو داده شدند.
۶-۸-۲ تشکیل کالوس
پینه (کالوس) توده سلولی پارانشیمی بیشکل با دیواره سلولی نازک که منشأ آن سلولهای تقسیم شونده بافت گیاهی مادری میباشد. بیشترکالوس در محل بریدگی و براثر ایجاد زخم در ریشه، ساقه و سایر اندامهای گیاهان تشکیل میشود (دادز و رابرتز،۱۹۹۲). نعیم و همکاران (۲۰۱۳) در پژوهشی از برگ، ساقه و دمبرگ گیاه، Viola odorata L. برای انگیزش کالوس استفاده کردند. نتایج آنها نشان داد بهترین و موثرترین القاء کالوس روی محیط کشت حاوی BA (5/0میلیگرم در لیتر) و D-4,2 (5/2 میلیگرم در لیتر)، طی ۴۰ روز به میزان ۸۵% ریزنمونهها انجام گرفت. در آزمایشی دیگر ویجوشا و همکاران۳ (۱۹۹۹) از کشت تخمک لقاح نیافته Viola odorata L.، کالوس بدست آورند. کالوسها سبزتیره و متراکم و در اندازه بزرگ مشاهده شدند. بابر و کاب هوشان۴ (۱۹۹۱) گزارش دادند که از ریشه، هیپوکوتیل۵ و قسمتهای کوتیلودون۶ گیاه بنفشه سه رنگ (Viola tricolure) کالوس بدست آوردند. گائوراج و اوداگیری (۲۰۱۱) گزارش دادند در محیط کشت MS با کمترین میزان NAA (44/13میکرومول) و BA (33/12میکرومول) بیشترین تولید کالوس را از دمبرگ Viola patrinii بدست آوردند. همچنین آنها نشان دادند که با غلظتهای ۷۵/۱۰ میکرومول NAA و ۸۸/۸ میکرومول BA میزان کالوس تولیدی متوسط بود. غلظتهای بالای BA (33/13 میکرومول) و NAA (12/16 میکرومول) پاسخی به تولید کالوس ندادند. همچنین گزارش دادند با افزایش غلظتهای کاینتین و NAA به ترتیب ۲۷/۱۶ و ۱۲/۱۶ میکرومول، کمترین کالوس تشکیل گردید و سپس از این کالوسها رشدی صورت نگرفت. جیان و من[۱۹] (۲۰۰۶) از هر دو ریز نمونه دمبرگ و برگ گیاه Viola wittrockiana در محیط کشت بدون اکسین ولی BA با غلظتهای ۲/۲، ۹/۸ و ۷/۱۷ میکرومول برلیتر کمترین میزان کالوس را گرفتند در حالی که محیط کشت توفوردی یا NAA (7/ 2 و ۸/۱۰ میکرومول NAA و ۴۵/۰میکرومول ۲,۴-D) به همراه ۹/۸ میکرومول بر لیتر BA تقریبا به ۱۰۰% کالوس دست یافتند. آتسوشی و همکاران (۲۰۰۲) بهترین نتیجه کالوس را از برگ Viola odorata L. با بهره گرفتن از غلظتهای ۲-۱ پی ام ام[۲۰] دیکامبا۳ و ۱ پی پی ام تیدازرون بهدست آوردند. آنها در محیط کشت قرارگرفته در شرایط روشنایی با غلضتهای برابر (۱، ۲ و ۵ پی پی ام ) از ۲ تنظیم کننده رشد، بیشترین القای کالوس را مشاهده کردند در صورتی که در شرایط عدم روشنایی بالاترین میزان عملکرد کالوس را از غلظتهای ۲ پیپیام دیکامبا و ۱ تا ۵ پیپیام تیدازرون حاصل شد. همچنین بیشترین عملکرد کالوس را درمحیط کشت مایع در غلظت ۱درصد دیکامبا بدست آوردند. بهرا و مالیک۴ (۲۰۱۱) از برگ و میانگرههای گیاه Hybanthus enneaspermus روی محیط کشت موراشیک و اسکوگ با غلضتهای ۱ و ۲ میلیگرم در لیتر توفوردی و کاینتین بهترین کالوس را بدست آوردند. پراکش و همکاران (۱۹۹۸) روی محیط کشت MS همراه با NAA بهتنهایی یا در ترکیب با BA از بذرهای Hybanthus enneaspermusکالوس تولید کردند. در حالی که روی محیط کشت بدون تنظیم کننده رشد یا روی محیط کشت همراه با BA به تنهایی، تولید کالوس موفقیت آمیز نبود. کالوسهای تولید شده دارای رنگ زرد روشن و بافت شکننده و ترد بودند. بیدول و همکاران (۲۰۰۱) در پژوهشی از برگ و ساقه گیاه Hybanthus floribundus روی محیط کشت نیم قدرت MS همراه با تنظیم کنندههای رشد BA وNAA کالوس تولید کردند.
۷-۸-۲ باززایی از کالوس
باززائی گیاه از کالوس از نظر ژنتیکی، کاملاً مشابه گیاه مادری میباشد. انگیزش اندامهایی نظیر ساقه و ریشه با اختصاصی شدن گروهی از سلولهای پارانشیمی و تولید سلولهای مریستمی در بافت کالوس، آغاز می شود (اثنی عشری و زکائی خسروشاهی، ۱۳۸۸). شروع اندام زایی در کالوس پیرو قوانین شناخته شدهای نبوده و تا حد زیادی غیرقابل پیش بینی میباشد. عوامل تعیین کننده اندام زایی تاحدودی نامشخص بوده ولی عواملی از قبیل ساختار محیط کشت مانند ترکیبات آن شامل غلظتهای عناصر پرمصرف و کم مصرف، انتخاب نوع تنظیمکننده های رشد، غلظت و نسبت آنها، انتخاب نوع ویتامینها و غلظت آنها، اسیدهای آمینه، حتی نوع آب مقطر استفاده شده بهعنوان مثال یک بار یا دوبار تقطیر شده بر باززائی تاثیر گذار میباشد. شایان ذکر است که عواملی مانند نوع ریزنمونه، سن آن، موقعیت آن روی گیاه و حتی گونه گیاه مادری از عوامل مهم محسوب میشوند. برخی از پژوهشگران معتقدند که حتی زمان تهیه ریزنمونه نیز می تواند روی باززایی اثر داشته باشد. جنس شیشههای کشت و همچنین حجم آنها و میزان محیط کشت درون شیشه از فاکتورهای مهم باززایی محسوب میشوند. نوع آگار و غلظت آن را نباید از لیست مواد تشکیل دهنده محیط کشت، مخفی بماند. با این وجود رعایت نکردن این نکات می تواند در باززایی تاثیر بگذارد و موجب تنوع ژنتیکی[۲۱] شود (دانشور، ۱۳۹۲).
بابر و کاب هوشان (۱۹۹۱) گزارش دادند باززایی شاخساره از کالوس تولید شده از ریشه، هیپوکوتیل و قسمتهای کوتیلودون گیاه بنفشه سه رنگ (Viola tricolure) موفقیت آمیز نبوده است. ساتو۲ و همکاران (۱۹۹۵) از کالوسهای گرفته شده از دمبرگ بنفشه وحشی ( Viola patrinii) به باززایی شاخساره دست یافتند. نعیم و همکاران (۲۰۱۳) بهترین بازایی شاخساره در گیاه Viola odorata را (به طول ۵-۴ سانتیمتر و با ۳-۲ شاخه) روی محیط کشت نفتالین استیک اسید، جیبرلین اسید، نیترات نقره و تیدازرون (۵/۰ میلیگرم در لیتر NAA، ۵/۱میلیگرم در لیتر GA3، ۴۲/۰میلیگرم در لیتر AgNO3، ۵/۲میلیگرم در لیتر TDZ ) گزارش دادند. گائوراج و اوداگیری (۲۰۱۱)، در محیط کشت تمام قدرت MSبا غلظتهای ۶۸/۲ میکرومول NAA و ۲۵/۲۳ میکرومول کاینتین بعد از ۴ هفته ۸۸ % باززایی شاخساره را از کالوس حاصل از دمبرگ گیاه Viola patrinii بهدست آوردند. همچنین مشاهده کردند ترکیب ۳۳/۱۲ میکرومولBA با ۶۸/۲ میکرومول NAA منجر به ۶۷% تشکیل شاخساره شد. جیان و من (۲۰۰۶) بیشترین درصد باززایی شاخساره (۹/۲۱درصد) از کالوس ریزنمونه دمبرگ را در محیط کشت موراشیک و اسکوگ با غلظتهای ۸۹/۲ میکرومول برلیتر جیبرلین و ۶/۲۳ میکرومول در لیترAgNO3، ۰۲/۰ (w/v) زغال فعال و ۵/۴ میکرومول در لیتر تیدازرون بهدست آوردند.
تاداهیکو[۲۲]و همکاران (۱۹۹۵) از زیرکشت کردن ۵ ساله کالوسهای فشرده، گرفته شده ار دمبرگ گیاه بنفشه وحشی، باززایی شاخساره انجام دادند. باززایی خوبی در محیط کشت نیم قدرت موراشیک و اسکوگ در غلظتهای ۱۲-۱۰ × ۵ میکرومول نفتالین استیک اسید و ۱۲-۱۰ میکرومول کاینتین بدست آمد. خالید و همکاران۲ (۲۰۱۰) در محیط کشت موراشیک و اسکوگ با غلظتهای ۵/۱ میلیگرم بر لیتر بنزیل آمینو پورین، ۱میلیگرم بر لیتر IAA و۱/۰ میلیگرم برلیتر کاینتین بههمراه ۳۰ گرم درلیتر ساکارز، باززایی شاخساره خوبی را از کالوس حاصل از دمبرگ گیاه Viola odorata مشاهده کردند. زاهور و همکاران۳ (۲۰۱۲) گزارش دادند که ازدیاد شاخسارهها با افزایش میزان غلظت BAP و کاینتین در گیاه Viola odorata افزایش یافت و بهترین نتیجه از محیط کشت MS با غلظتهای ۱۵ میکرومول NAA و ۱۰میکرومول BAP حاصل شد.
۸-۸-۲ ریشهزایی
به طورکلی، تشکیل ریشه در محیط کشت با غلضت نسبتاً بالای اکسین صورت میگیرد. (پیریک،۱۹۷۶). گائوراج و اوداگیری (۲۰۱۱) روی محیط کشت MS و محیط کشت نیم قدرت موراشیک و اسکوگ بههمراه غلضتهای مختلف IAA، IBA و ساکارز ، شاخسارهها را ریشه دار کردند. رشد و تعداد ریشههای بدست آمده روی محیط کشت MS پایه (۶۳%) نسبت به محیط کشت نیم قدرت MS (36%) بیشتر بود. اما تفاوت معنی داری بین القای ریشههای بدست آمده از محیط کشت نیم قدرت MS با ۸۵/۹ میکرومول IBA و ۲% (w/v) ساکارز طی ۲۰ الی ۲۵ روز، را مشاهده کردند. جیان و من (۲۰۰۶) شاخسارههای بدست آمده گیاهViola wittrokiana را به محیط کشت MS با ۱/۱ میکرومول NAA و ۱/۱ میکرومول BA برای طویل شدن و تشکیل ریشه انتقال دادند. اولین ریشهها را طی ۴ هفته مشاهده کردند و ریشههای دوم در هفته بعد ظاهر گردیدند. خالید و همکاران (۲۰۱۰) در محیط کشت موارشیک و اسکوگ با غلظتهای ۵/۱ میلیگرم بر لیتر NAA، ۴ میلیگرم برلیتر IBA و ۳ میلیگرم در لیتر IAA به همراه ۶۰ گرم در لیتر ساکارز، توانستند شاخسارههای گیاه Viola odorata را ریشهدار کنند. بیدول و همکاران (۲۰۰۱) بهترین ریشهزایی شاخساره را روی محیط کشت حاوی اکسین (۱۰۰ میکرومول بر لیتر IBA) که پس از ۲۴ ساعت به محیط کشت بدون تنظیم کننده رشد انتقال داده شده بودند، مشاهده کردند.
۹-۸-۲ سازگاری و انتقال
گائوراج و اوداگیری (۲۰۱۱)، گیاهچههای ریشهدار شده را به گلدانهای حاوی، خاک استریل، ماسه و کود خشک گاوی به نسبت ۱:۱:۱ انتقال دادند و برای سازگاری در گلخانه نگه داری کردند. ۴ هفته پس از انتقال، ۸۵% گیاهچهها زنده ماندند. جیان و من (۲۰۰۶) گیاهچههای ریشهدار شده Viola wittrockiana را به خاک گلخانه انتقال دادند و ۹۰% گیاهچههای ریشهدار شده بعد از انتقال به خاک زنده ماندند. پراکش و همکاران (۱۹۹۸) زمانی که طول ریشه گیاهچههای Hybanthus enneaspermusبه ۴ الی ۵ سانتی متر رسید بعد از شستشوی دقیق ریشهها با آب جاری، گیاهچههای را به گلدانهایی با عمق ۱۰ سانتی متر با نسبت ۱:۱ خاک و ورمیکولیت که اتوکلاو شده بودند انتقال دادند. گیاهچهها دو هفته زیر کیسههای پلی اتیلینی نگه داری شدند و بعد از آن به گلدانهای ۲۰ سانتی متری محتوی خاک باغچه منتقل شدند، مدتی بعد در مزرعه کشت گردیدند.
فصل سوم
مواد و روش ها
فصل سوم
مواد و روش ها
۱-۳ تاریخ انجام تحقیق
این پژوهش در سال ۹۳-۱۳۹۲ در آزمایشگاه کشت بافت گروه علوم باغبانی دانشگاه کشاورزی و منابع طبیعی رامین اهواز انجام شد.
۲-۳ آماده سازی وسایل
تمام وسایل مورد نیاز در تمامی آزمایشها در ابتدا با آب معمولی و مایع ظرف شویی شسته و سپس با آب مقطر آبکشی شدند. کلیه وسایل مانند پنس، پتریدیش، اسکالپل، پیش از اتوکلاو در آلومینیوم فویل قرار داده شدند، محیطهای کشت، ظروف و شیشه آب کشت محتوی آب مقطر، در دمای ۵/۱۲۱ درجه سانتی گراد، فشار ۱ اتمسفر (۱۵ پی اس آی[۲۳]) به مدت ۲۰-۱۵دقیقه با دستگاه اتوکلاو (ساخت شرکت ابزار طب ماهان) گندزدایی شدند. پس از هر آزمایش، لامپ UV اتاق کشت بهمدت نیم ساعت برای گندزدایی محل آزمایش روشن میشود. همچنین لامپ UV دستگاه لامینار ایر فلو نیز پیش از هر آزمایش حدود ۳۰ دقیقه روشن گردید. پس از گذشت چند دقیقه ازخاموش شدن لامپهای UV، دستگاه لامینار ایر فلو با الکل اتیلیک ۷۰% ضدعفونی و سپس با دستمال کاغذی خشک شد. برای انجام آزمایش، وسایل مورد نیاز و شیشههای کشت به زیر دستگاه انتقال داده شد. تمام مراحل ضدعفونی ریز نمونهها و کشت آنها در زیر لامینار ایر فلو به صورت کاملاً استریل انجام گردید.
۳-۳ تهیه مواد گیاهی
بذرهای استریل ۱F گیاه گل بنفشه رقم Viola odorata L. مورد استفاده در این تحقیق از شرکت پاکان بذر اصفهان خریداری شد. بذرها تا زمان استفاده در سردخانه واقع در آزمایشگاه کشت بافت در دمای ۱±۴+ درجه سانتی گراد نگهداری شدند.
۴-۳ تهیه محیط کشت
۱-۴-۳ تهیه محلولهای پایه
در تمامی آزمایشهای انجام شده از محیط کشت پایه موراشیک واسکوگ (MS) تغییر یافته[۲۴] استفاده شد. از آنجایی که بعضی از ویتامینها و تنظیمکنندههای رشد بر اساس احتیاج ریزنمونه اضافه میگردد، بنابراین این محیط کشت، محیط کشت موراشیک واسکوگ تغییریافته نام میگیرد. با توجه به اینکه عناصرپرمصرف۲ و کممصرف۳ موردنیاز یک لیتر محیط کشت بسیار اندک میباشند، بنابرین برای افزایش دقت در توزین این مواد و همچنین جلوگیری از اتلاف وقت، معمولاً برای هر عنصر استوک۴ با غلظتهای چند برابر ساخته تا از آنها در موقع تهیه محیط کشت استفاده شود. محلول پایه عناصر پرمصرف ۱۰ برابر غلظت و محلول پایه عناصر کممصرف ۱۰۰ برابر غلظت تهیه میشوند. برای تهیه محلول پایه هر عنصر ابتدا مقدار هر نمک پرمصرف و کممصرف را جداگانه با توجه به جدول ۱-۳ به ترتیب به میزان ۱۰و ۱۰۰ برابر غلظت وزن کرده و در داخل بشر همراه با ۶۰۰ میلیلیتر آب مقطر بر روی هات پلیت با یک مگنت حل کرده و پس از حل شدن با آب مقطر استریل به حجم یک لیتر رسانده شد. سپس این محلولها در شیشههای تیره رنگی ریخته و در یخچال در دمای ۴+ نگهداری شدند.
۵-۳ نحوه آماده کردن محلول محیط کشت
[چهارشنبه 1400-08-05] [ 10:33:00 ق.ظ ]
|